Biochimica applicata (CTF)

acquisizione delle conoscenze di base circa le metodologie applicate nella sperimentazione biochimica e biochimica clinica con particolare attenzione per la logica dell’impostazione degli esperimenti e della raccolta dati

Scopes and objectives: 

The course covers the description of key methods used in biochemistry, and clinical biochemistry. In particular, the logic of experimental design and data analysis is emphasized.

Gli studenti dovrebbero acquisire le conoscenze di base delle principali metodiche e strumentazione utilizzate nei laboratori biochimici e di analisi cliniche ed essere in grado di progettare esperimenti e risolvere i problemi pratici relativi all’identificazione, analisi e studio di funzioni delle biomolecole

Results expected: the students, on the basis of the learning of the basic methods and laboratory tools used in biochemistry, will be able to plan experiments and resolve practical problems related to identification, analysis and study of the functions of bio molecules.

Preparazione e manipolazione di campioni biologici. Uso e preparazione di soluzioni tampone. Rottura di cellule; preparazione e purificazione di organelli cellulari; centrifugazione: centrifughe, rotori, relazione tra numero di g e rpm, centrifugazione differenziale e di isodensità all'equilibrio con esempi applicativi (separazione di organelli cellulari, purificazione di acidi nucleici in gradiente di sali). 

Colture cellulari. Colture primarie, secondarie, linee. Metodiche colturali.

Tecniche cromatografiche ed elettroforetiche applicate all’isolamento, alla purificazione e all’analisi di sostanze di interesse biochimico e biochimico-clinico.                            Tecniche elettroforetiche: principi generali: concetto di mobilità elettroforetica e relazione tra mobilità, carica, campo elettrico applicato, dimensioni. Relazione tra punto isoelettrico e mobilità delle proteine. Elettroforesi su strisce di acetato di cellulosa e separazione di siero proteine; elettroforesi su gelo di poliacrilammide ( SDS-PAGE).  Isoelettrofocalizzazione. Elettroforesi bidimensionale (applicazioni allo studio del proteoma). Elettroforesi di acidi nucleici.      Elettroforesi capillare.                                               Tecniche cromatografiche: Generalità e definizioni.  Caratteristiche ed applicazioni delle cromatografie: di scambio ionico, di esclusione dimensionale (con esempi di determinazione del peso molecolare di proteine), di bioaffinità (con esempi di ligandi e strategie generali per il legame covalente dei ligandi alla fase stazionaria), di interazione idrofobica, di chelazione (IMAC). Esempi di strategie di purificazione di proteine.

 Metodi spettrofotometrici per lo studio delle molecole biologiche ed in enzimologia : generalità e definizioni. Spettri di assorbimento con esempi di spettri di molecole di interesse biochimico: proteine, acidi nucleici, NAD, citocromo c, citocromo P-450. Funzioni e meccanismo catalitico del citocromo P-450. Spettri differenziali, interazioni citocromo-ligandi.  Legge di Lambert-Beer e dosamenti quantitativi. Esempi di dosamenti: dosamento delle proteine e di enzimi: unità di attivita’ enzimatica, attività specifica, fattore di arricchimento durante una purificazione. Saggi enzimatici in cinetica ed a tempo fisso.  Esempi di determinazione di attività enzimatiche    Fluorimetria ed applicazioni in biochimica. Luminometria e sistema luciferina-luciferasi per il dosamento di ATP. Dosamento spettrofotometrico del DNA e studio della temperatura di fusione di un DNA.

Metodiche per lo studio di sequenza e struttura delle proteine.-

Tecniche di biologia molecolare:  Sequenziamento del DNA.   Enzimi di restrizione e mappe di restrizione. Analisi dei polimorfismi della lunghezza dei frammenti di restrizione, sonde molecolari e diagnostica molecolare. Tecniche di trasferimento di macromolecole dai geli (Southern, Northern, Western Blot) con esempi di applicazioni diagnostiche. PCR e RT PCR quantitativa.

 Saggi immunologici. Nozioni su antigene e anticorpo, anticorpi monoclonali. Sistemi di dosamento immunologico basati sulla marcatura di antigeni od anticorpi con isotopi radioattivi (RIA) e con enzimi (ELISA). Traccianti radioattivi. Nozioni sull’uso dei principali traccianti radioattivi utilizzati nel laboratorio biochimico e biochimico-clinico. Tipi di radiazioni; legge del decadimento radioattivo, tempo di dimezzamento. Unità di misura della radioattività. 

Il corso prevede esercizi dimostrativi e pratici in laboratorio su elettroforesi e cromatografia di proteine, determinazione attività enzimatica e costanti cinetiche.

APPLIED BIOCHEMISTRY  CTF  CFU 8

Program: 

How to prepare and use biological samples.- Buffer solution- origin of biological samples- Tissue and cell homogenisation- centrifugation and separation of cellular organelles and macromolecules (differential and isopicnic centrifugation with practical examples).- how to store biological samples.-- Mammalian cell culture.

Cell culture:-primary and secondary culture, cell lines, culture methods.

Spectrophotometer methods for protein, enzymes and nucleic acid studies:- general principles and definitions. - examples of absorption spectra of biological molecules: proteins, nucleic acids, NAD, hemoproteins.- Differential spectra and study of cytochrome-ligand interactions, functions and catalytic mechanism of P-450.- protein (absorbance at l 280, Lowry and biuret methods).- enzyme assays: rate of enzyme-catalyzed reactions and enzyme concentration, units of enzyme activity, specific activity. Examples of enzyme assays: cytochrome c reductase, malate dehydrogenase, maltase, proteases, aminotransferases. Enzymes as reagents: enzymatic assay of cholesterol and glucose.-fluorometry: examples of biochemical applications.- bioluminescence applications: ATP assay with luciferase.- Spectrophotometer assay of DNA and melting curve of DNA. Chromatography and electrophoresis for proteins and nucleic acids:- general principles and definitions in chromatography.- ion exchange, gel filtration, hydrophobic, affinity, metal-chelate affinity, covalent chromatography.- protein purification strategies.- general principles of electrophoresis, isoelectric point and protein mobility.- serum proteins and separation in cellulose acetate (Cellogel) electrophoresis.- SDS PAGE and isoelectrofocusing.- two-dimensional electrophoresis .- nucleic acid electrophoresis.- capillary electrophoresis.-  

Analysis of protein structure:- determination of molecular weight, sequence and structure.

Molecular biology techniques:- DNA sequencing.- use of data bank to find and align sequences- restriction enzymes and restriction maps, RFLP analysis-  genetic probes and molecular diagnosis. Southern, northern and western blotting.- application of electrophoresis and blotting for clinical and diagnostic studies.-Protein-protein and protein-DNA interactions. Immunological assays:- general concepts, immunoprecipitation and immunolabelling.-   RIA, ELISA. Radioactive tracing:- basic concept on the use of radioactive tracing in biochemistry.- activity units and detection tools.- types of radioactive decay and half-lives of the radio nuclei most used in biochemistry .

Practice exercises in laboratory on protein electrophoresis and chromatography, and enzyme activity and kinetics.  

Course books:

K.Wilson, J. Walker –Biochimica e biologia molecolare – Raffaello Cortina Ed. Milano

M. Stoppini, V. Bellotti- Biochimica Applicata- EdiSES